健康下滑膜连接组织的生物力学及其在腕管综合征中的作用

概要
腕管综合症（CTS）是手中最常见的手术治疗问题。除神经病本身外，最常见的发现是滑膜下结缔组织纤维化（SSCT）和腕管内压力增加。

通常，SSCT是散布在腕骨肌腱和神经之间的多层组织。当肌腱移动时，招募连续的SSCT层，形成滑动单元并限制差异运动。超过此限制会损坏SSCT，如尸体和动物模型所示。这种损伤导致进行性纤维化和神经缺血的非炎症反应，使SSCT更容易受伤。尽管对患者的直接后果尚未完全了解，但超声研究表明，这种纤维化限制了肌腱负荷期间的正中神经移位。

本文旨在提供迄今为止所描述的SSCT的机械性质的见解，并将其置于CTS病理生理学的背景下。提出了一个关于SSCT的理论损伤模型，显示了一系列事件和恶性循环，可能导致神经压缩，因为它在CTS中发现。虽然不完整，但该模型可以解释特发性CTS的病理生理学途径。

关键词：腕管综合征，滑膜下结缔组织

介绍
腕管综合征（CTS）是手中最普遍的手术治疗问题，据说影响1-3％的人群（Atroshi等，1999; Katz等，1990）。它通常被描述为压迫性神经病变，影响横向腕骨韧带水平的正中神经。 CTS与振动，高度重复和有力的手指，手和手腕运动有关（Fan等，2015; Kozak等，2015）和腕管（CT）压力的增加（Gelberman等， 1981; Lee等人，2016; Luchetti等人，1989; Okutsu等人，1989; Seradge等人，1995; Weiss等人，1995），但确切原因在大多数情况下仍然未知。腕管内的肌腱和正中神经周围是一个多层结构，称为滑膜下结缔组织（SSCT）。来自CTS患者的SSCT的组织学检查最常显示腕管内SSCT的非炎性纤维化（Armstrong等，1984; Ettema等，2006a，2004; Kerr等，1992; Lluch，1992）。 ; Nakamichi和Tachibana，1998; Oh et al。，2006; Phalen，1966）。有人提出，由于特定的不同手指运动导致的SSCT损伤导致SSCT纤维损伤，随后纤维化纤维沉积（Lluch，1992）。受损的SSCT变得更厚并且积聚间质液，导致在肌腱负荷期间正常的正中神经运动的限制。这都会增加腕管压力，引起神经病变。此外，由于纤维化SSCT不能承受任何新的运动负荷，因此增加了重复纤维化的可能性，形成了自我维持的恶性循环。

本综述旨在提供SSCT作为解剖结构的详细描述，其（生物力学）对腕管的贡献以及与周围肌腱和神经的关系。最后，提出了病理生理学模型，总结了当前关于SSCT在CTS中作用的观点。

SSCT是滑行单位的一部分
腕管是位于手掌底部的扁平管状隧道。它背侧有腕骨，并由手掌侧的屈肌支持带覆盖。它大约1-1.5厘米宽，包括正中神经，8个指屈肌腱（指II-V的浅表和深屈肌腱）和拇长屈肌（图1）。两个囊在运动期间限制骨结构和肌腱之间的摩擦。指屈肌腱由尺骨囊包裹，拇指屈肌由径向囊包围，两者之间的通信非常普遍（Aguiar等，2006）。腕管显示出独特的排列，其中不仅两个囊都提供摩擦防止，而且结构和囊的内脏层之间的组织也是如此（Gelberman等，1992）。这种特定的结缔组织被描述为滑膜下结缔组织，并且在非病理状态下将肌腱和神经松散地连接在一起（图2）（Rath和Millesi，1990）。 Guimberteau描述了单个滑动单元是由屈肌腱，腕骨，内侧滑膜移动抵抗顶生滑膜（手掌侧固定于屈肌支持带）和下层SSCT（Guimberteau等。 ，2010a）。 SSCT由多层胶原纤维组成，血液和淋巴管中有丰富的代表。 SSCT中的纤维已经通过电子显微镜观察到并显示出与肌腱平行的多片纤维组织（Ettema等，2004），通过松散纤维彼此连接，由I型，III型，IV型胶原组成， V和VI捆绑（Oh等，2005）。在屈肌腱运动期间，最靠近肌腱的层的垂直纤维将首先伸展。当肌腱运动继续时，下一个水平片被招募，随后下一层垂直纤维将被拉伸等，导致层的逐渐募集（图3）。在运动过程中，SSCT为血管和淋巴管以及类似的结构组织提供了一种适应性支架，可以在整个身体中找到（Guimberteau等，2010b）。


图1
手腕的横截面只有腕管结构可视化。


图2
左尸体腕部的解剖解剖。 上部：正中神经放置在桡侧，以显示神经和屈肌腱之间以及屈肌腱本身之间的更深SSCT。 下：正中神经位于尺侧，以显示正中神经和拇长屈肌之间的SSCT。 两张照片均在表面解剖法氏囊组织和浅表SSCT后拍摄。


图3
肌腱偏移期间SSCT层顺序募集的示意图。最重要的是，三个组织层的分布从浅表到深部可见：正中神经，SSCT和屈肌腱。下面是红色矩形，显示了三层的更详细版本，显示了互连的垂直较薄纤维。 A）在起始位置，没有肌腱偏移，垂直SSCT纤维松散地悬挂。 B）在肌腱偏移的第一部分期间，在该示例中，在右侧，最靠近肌腱的SSCT纤维排首先被拉伸出纤维。 C）随着偏移的增加，招募第二层SSCT纤维。如果运动将继续，则所有层都将参与并最终包括正中神经。

已经表明，当肌腱移动时，SSCT层对相邻肌腱的差异运动构成限制，比正常肌腱和关节偏移在理论上可能的更多地抑制它们（Vanhees等，2012）。

有趣的是，有人提出，各个SSCT纤维的垂直取向之间存在差异，这将导致在任何给定时间只有一定量的纤维处理肌腱运动的张力。如果由于例如过大的力，这些垂直纤维撕裂，下一组垂直纤维将承受下一个拉伸载荷（Morizaki等，2012）。

SSCT的生物力学特性
研究表明，高度重复和有力的运动与CTS发展的风险增加有关，因此焦点集中在指肌腱运动及其如何影响周围组织。由于SSCT是神经和指肌腱之间的连接层，第三指的屈肌腱（FDS III）通常位于最接近神经的位置，因此大部分研究都集中在评估FDS III肌腱的后果上。 SSCT结构的偏移，其受力潜力和滑动阻力（GR）。尽管不是理想的设置，尸体手上的生物力学测试为作者提供了一些有关正常机械性能和响应的有趣见解。在这样的设置中，手（部分地）被解剖和固定以防止不受控制的移动。通常通过使致动器拉动和释放承载肌腱达到预编程的程度来模仿弯曲和伸展。通常连接称重传感器以测量力。术语滑动阻力用于描述将结构从A点移动到B点所需的力的大小，如穿过腕管的肌腱。如果对位移的阻力增加，这将反映在增加的必要力和能量上，这意味着高GR意味着需要施加相对大量的力（在这种情况下通常用测力传感器测量）。描述相对运动的另一个可能术语是剪切指数。这被定义为结构A和B之间的运动差异除以结构A的运动的比率。在这种情况下，结构A可以是FDS III肌腱，结构B可以是周围的SSCT（Yoshii等，2011a） ）。这是一个单位少描述，如果两个结构以类似的方式移动并且增加它们的差异越大则减少。

从正常的生理学开始，赵等人。通过使用定制构建固定装置在尸体模型上应用生物力学测试。他们显示肌腱GR相对于FDS III肌腱位移的距离呈指数增长（Zhao等，2007）。在屈曲的手腕位置和孤立的手指肌腱运动期间，结果最为深刻。由于肌腱周围的组织是阻力的主要来源，因此SSCT似乎在较长的偏移期间提供更大的阻抗。这可以通过分层解剖设计和SSCT的顺序募集来解释。为了更详细地了解这些发现和对SSCT的可能损害，使用类似的设置来比较不同偏移率的不同周期的力。在90％的生理肌腱偏移时开始出现不可逆的损伤，表明在正常运动范围内损伤是可能的（Vanhees等，2012）。

Oh等人。使用多普勒超声测量SSCT对FDS III肌腱位移的反应速度。他们表明，增加肌腱偏移的速度，也导致SSCT移动得更快，但这与肌腱相比发生的速度较慢（Oh et al。，2007）。该数据和来自可比较的多普勒研究（Ettema等，2006b）的数据表明SSCT不与肌腱以一对一的比例移动，而是具有响应滞后。在Yoshii等人的另一项研究中部分重复了该实验，他还引入了如上所述的剪切指数的概念。他们使用荧光透视而不是多普勒来测量mm的偏移并用它来计算剪切指数。发现了类似的数据，剪切指数在单指运动的最高测试速度下显著更高（Yoshii等，2011a）。到目前为止，已经描述了10mm / s的最大肌腱偏移速度，但是Filius等人。也看了60毫米/秒，以模仿更现实的快节奏的手部活动。在低速时，他们发现90％偏移时的初始损伤与之前描述的相同（Vanhees等，2012），但在高速时，这种损伤发生在正常偏移的60％（Filius等，2014）。最后，Kociolek等。使用更高的速度，范围从50-150毫米/秒。在暴露于增加的肌腱偏移和速度后发现肌腱GR增加，强调SSCT提供了当肌腱移动得更快和/或更多时更为深刻的自然限制（Kociolek等，2015）。

除了肌腱偏移水平和速度之外，手指运动的重复性质似乎也增加了单手指运动期间肌腱和SSCT之间的剪切指数，如健康男性志愿者所测试的（Tat等，2013）。这种效应主要见于个体肌腱运动。

知道偏移重复，速度和距离影响腕管内的总GR，Filius等人提出了一个模型。为了隔离总和GR的不同因素。在该模型中，GR定义为SSCT，II提供的阻力的总和。肌腱和III的变形。结构接触摩擦。该模型允许在这三种不同组分之间进行区分，并且在低（2mm / s）以及更高（60mm / s）速度肌腱偏移下测量它们对总GR的贡献。在完全生理偏移时，相对SSCT对GR的贡献在50％至几乎100％之间，并且如果在实验设置中使用没有弛豫时间的最快运动则最明显地存在（Filius等人，2017）。因此，当相对快速地移动肌腱并且不允许SSCT恢复时，SSCT对总GR减少的影响增加。如果允许SSCT在肌腱运动之间恢复，则它有机会恢复其原始形状并为下一次偏移提供相同数量的GR。这种行为表明了孔隙弹性性状（Noailly等，2008; Simon，1992）。

流行病学研究首先暗示CTS与高力，重复的手指运动有关，这引起了对腕管内解剖结构的兴趣及其相互之间的生物力学影响。需要注意的是，特定职业和手工相关活动的确切贡献难以研究。旨在关注孤立单一原因（例如特定职业，任务或爱好）的流行病学研究往往难以解释混淆因素，从而使因果关系的结论开放供辩论。在实验设计中，大多数正常的生理工作都是使用尸体手完成的，虽然这不是一个理想的比较，但确实增加了对运动范围和极限的理解。肌腱偏移，肌腱速度，力，运动重复和手腕位置都似乎影响总GR，这使得这些变量在临床上特发性CTS情况的比较中有用。

SSCT和腕管综合症
腕管内的慢性压力升高与神经缺血有关（Diao等，2005; Lundborg等，1982），但升高的原因一直是研究的主题。 CTS患者SSCT中常见的CT压力增加和SSCT纤维化这一事实表明，找到压力差异和纤维化的原因可能有助于阐明CTS背后的一些病理。

已经开发了动物模型以通过人工增加腕管容积或减小空间来模拟增加的压力。这为压力差异和神经病变之间的关系提供了有价值的见解，但到目前为止还未阐明神经压迫或局部缺血的原因和/或维持。结合获得的关于SSCT和GR的作用的数据，需要不同的动物模型。尽管已经成功地将大鼠用于研究CTS发展（Clark等，2004），但是它们的SSCT结构与人多层SSCT不同，正如犬模型也发现的那样（Ettema等，2006c）。兔子确实具有类似的SSCT结构，并且通过注射高渗葡萄糖溶液或通过诱导肌腱损伤开发CTS模型（Ettema等人，2006c; Lim等人，2004; Moriya等人，2011; Oh et al。，2008; Yamaguchi等，2008; Yoshii等，2014,2011b，2009）。使用没有人工诱导的CTS的相同兔子来评估SSCT纤维阈值，并且发现，与人类一样，即使在生理范围内的低速肌腱偏移也可以诱导SSCT的逐步损伤（Morizaki等人。这种（微撕裂）损伤确实可导致进行性纤维化（Moriya等，2011; Sun等，2012）。逐步模式符合以下假设：当肌腱移动时，连接的垂直SSCT纤维将依次伸展，直到负载超过其承载电位并将导致纤维不可逆的破裂（图4）。尸体工作增加了这一点，SSCT的损伤可能在生理运动范围内出现，暗示SSCT破裂在人类中相对常见（Filius等，2014; Osamura等，2007a; Vanhees等，2012） ）。这意味着相对较小的手指动作可能已经造成SSCT伤害，即使不是每个人都发展为CTS。因此，检查源自CTS患者的SSCT将是合乎逻辑的下一步。由于出于道德原因不希望使用来自活人控制受试者的未受干扰的SSCT，因此大多数关于CTS的研究都集中在比较接受手术与尸体手腕的CTS患者。


图4
拟议的自我持续SSCT损伤周期的示意图。 A）外部风险因素导致携带最高负载的互连SSCT纤维破裂。 B）在肌腱偏移期间破裂的纤维不再起作用并且倾向于“粘附”到水平片上。 C）损伤将诱导非炎症反应，尤其是激活成纤维细胞，形成瘢痕组织，保留间质液并导致随后增加的腕管压力。纤维化还会增加滑动阻力并抑制SSCT周围结构的自由运动，如正中神经。

在尸体和患者衍生的SSCT的瘢痕形成中用光学和电子显微镜观察细节，观察到垂直纤维的撕裂，包括水平SSCT片的增厚。这意味着在破裂后，纤维“粘”在片材上，失去其承载功能并增加片材的尺寸。其次，患者中最严重的纤维化SSCT变化位于运动最为普遍，最接近肌腱的位置，这表明这些变化可能确实是剪切损伤的结果（Ettema等，2006a）。在分子水平上，在兔动物模型和CTS患者的SSCT组织中均发现了转化生长因子-β（TGF-β）和结缔组织生长因子及其受体的过表达（Chikenji等，2014a，2014b） ），表明过度表达促纤维化细胞因子会加剧损伤和纤维化的机械性恶性循环。由于过度表达促纤维化细胞因子而导致的损伤和纤维化反应的恶性循环的这种组合可以解释为什么CTS患者的SSCT与健康样品相比增加了弹性蛋白吞噬作用和胶原纤维大小（Jinrok等，2004; Oh）等人，2006年，2005年）。

Ettema等人研究了宏观水平的SSCT和纤维化受累。通过用手术标记标记SSCT（脏滑膜）和FDS III肌腱的最表面层并在术中肌腱偏移期间跟踪它们。没有发现显著差异，但有一个趋势可见，显示CTS患者与尸体对照的SSCT运动之间存在滞后差异（Ettema等，2008）。能够可视化相对SSCT运动并将健康与CTS病例进行比较将是下一步。动态超声已被用于测量CTS患者与健康志愿者的位移差异。在横向平面中，CTS患者腕管内肌腱和神经的运动受到抑制（Filius等，2015; Nanno等，2015; van Doesburg等，2012; Wang等，2014） ）。正常情况下，正中神经在屈曲运动期间在表面屈肌腱之间向后移动，但CTS患者运动中的这种限制限制了神经在肌腱负荷时翻转的能力（图5A），导致其在屈肌之间向前压缩肌腱和屈肌支持带（图5B）。在一项前瞻性研究中，纵向观察到正中神经移位减少，神经传导研究分类更加严重，但未发现SSCT位移的显著差异。 SSCT是一个约1mm的小结构（Filius等，2015），对目前可视化的低成本非侵入性可视化模式提出了挑战。未来的研究应侧重于使用更新的高分辨率超声成像技术，以跟踪SSCT以测量剪切指数。


图5
左：通常，在手腕和手指屈曲期间，正中神经在受到表面肌腱保护的背侧方向上移动。右：在CTS患者中，SSCT变硬，这抑制了这种偏移并迫使神经在手掌方向上阻力最小的路径上平移。它最终位于屈肌支持带的背面和负载的屈肌腱之间。

此外，与健康对照相比，在有症状的CTS患者中发现SSCT和FDS III肌腱之间SSCT厚度增加和剪切应变增加（Tat等，2015），表明改变的SSCT可能与症状学有关。然而，未来具有较大群体规模的研究需要表现出更直接的关联。在体外腕管松解后，肌腱与SSCT之间的剪切指数显著降低（手腕处于屈曲位置），表明释放过程不仅降低了CT压力，而且降低了剪切应变（Yoshii等，2008）。

除了与特定运动的已知关联之外，升高的掌内压也是CTS患者中常见的生理差异。 Sud等人。表明来自CTS患者的SSCT可以比健康对照更快的速率吸收液体（Sud等，2002）。另外，Osamura等人。表明SSCT的静水渗透性相对较低，表明任何泄漏的液体（来自受损血管或淋巴液的血液）都可以被SSCT快速吸收，之后它将被保留，从而导致掌内压增加（Osamura等。 ，2007b）。

由这些发现组成的时间顺序因果模型可能部分地解释了特发性CTS中神经压迫的发病机制：腕管是一个具有多个移动结构的小空间，由滑动单元促进。有力的，高速度和重复的手指和手部运动以及屈肌腱的不同运动会引起剪切应力，从而损坏SSCT。这种损伤导致SSCT纤维化，僵硬和组织增大，这增加了腕管压力。增加的压力增加了肌腱上的额外负荷，增加了已经受影响的SSCT的剪切应力，并与纤维化SSCT一起防止神经的补偿性运动以避免压迫。压力的增加也引起缺血和再灌注的发作，并改变SSCT液体渗透性。由于上述风险的长期性和重复性以及初始损害的后果，已经损坏的SSCT将容易受到额外的损害（图6）。慢性性质增加无症状正中神经损伤进展至临床相关情况，如果不开始干预，该情况可能随着时间的推移而恶化。


图6
建议的损伤模型的不同组成部分：较轻的盒子直接连接到SSCT，较暗的盒子代表周围组织的原因或影响。光箭头表示时间顺序;黑色箭头表示对形成病理循环的早期组分的负面影响。

虽然这个模型为特发性CTS的病理生理学提供了可能的解释，但它并没有解释为什么不是每个人都有高强度，重复性的手部活动会形成症状性腕管综合症。未来的研究应该更多地关注患者间的差异以及CTS患者和非CTS患者之间的差异。这将有助于阐明SSCT的确切作用，并有助于预防，预后和治疗CTS。尽管手术腕管松解术是一种有效的治疗方法，但大约25％的病例症状并未缓解到令人满意的水平（Bland，2007），虽然这个百分比容易出现大的变异，但显示出明显未得到治疗的差距。通过减少压力。鉴于预防CTS，已经开发了一种有限元模型来帮助研究各种手部运动对SSCT应力和应变的影响，并可能有助于识别潜在的危险活动，然后可以对其进行修改以降低发展CTS的风险（ Matsuura等，2016）。

摘要
Peter C. Amadio，M.D。的研究项目侧重于纤维化在人类健康和疾病中的作用。 Amadio博士目前在他的肌腱和软组织生物学实验室的研究中解决了两种组织纤维化的原因和预防：屈肌腱，创伤后纤维化损害肌腱功能，退行性肌腱病变也很常见;和腕管内的滑膜，其中纤维化导致最常见的手部手术条件，腕管综合征。

重点领域
沃尔夫的软组织定律。 Wolff的软组织定律解决了负荷对伤口愈合和软组织材料特性的影响。在肌腱中，这尤其影响康复方案的性质，开始运动的时间，以及修复的加载的时间和等级。

肌腱在滑车下滑行。 Amadio博士研究了肌腱修复和润滑对肌腱滑动的影响。这个因素与Wolff软组织定律的影响相互作用，因为滑动的容易程度决定了肌腱在负荷下的移动程度以及启动运动需要多少负荷。同时，启动运动所需的负载量将影响肌腱修复的强度要求。

组织工程。 Amadio博士的实验室目前正在研究组织工程策略对肌腱愈合和粘连减少的影响。为了实现这一目标，他和他的团队正在将骨髓基质细胞接种和细胞因子增强的胶原蛋白贴片纳入其体外动物模型的修复部位。研究小组还在研究肌腱贴片和表面修饰对体内肌腱修复的影响。

这些疗法还对其他肌腱相关病变有影响，其中受损的肌腱滑动似乎是一个因素，例如腕管综合征，以及使肌腱移植手术复杂化的粘连。因此，Amadio博士的研究小组也在寻求类似的策略来解决这些其他临床问题。最后，他的团队正在研究使用超声波来早期诊断肌腱粘连和腕管综合症。

腕管综合症。在Amadio博士实验室开发的新型动物模型研究了腕管综合症的病因，并使实验室能够研究滑膜下结缔组织在腕管综合征中的作用。然后，他和他的同事用生物学和生物力学方法比较了他们独特的腕管综合征动物模型的临床结果。

Amadio博士及其团队的研究将确定并描述腕管综合征发展的起始机制，然后产生新的，基于机制的干预措施，以预防，检测和治疗腕管综合症。该小组还在研究腕管综合征中的滑膜下结缔组织纤维化是由TGF-β介导的假设，如果TGF-β活化被阻断，其动物模型中的滑膜下结缔组织纤维化将减少。

对患者护理的重要性
Amadio博士实验室开发的改善康复治疗和肌腱修复强度的疗法已经改变了肌腱手术的临床实践。下一个目标是将成功的体内动物结果转化为可在临床上使用的产品。

在Amadio博士的实验室开发的腕管综合征模型将允许他的团队识别新的抗纤维化疗法，以及可用于指导治疗的生物标记物。

参考：
The Biomechanics of Subsynovial Connective Tissue in Health and its Role in Carpal Tunnel Syndrome
Aguiar ROC, Gasparetto EL, Escuissato DL, Marchiori E, Trudell DJ, Haghighi P, Resnick D. Radial and ulnar bursae of the wrist: cadaveric investigation of regional anatomy with ultrasonographic-guided tenography and MR imaging. Skeletal Radiol. 2006;35:828–32. [PubMed] [Google Scholar]
Armstrong TJ, Castelli WA, Evans FG, Diaz-Perez R. Some histological changes in carpal tunnel contents and their biomechanical implications. J. Occup. Med. 1984;26:197–201. [PubMed] [Google Scholar]
Atroshi I, Gummesson C, Johnsson R, Ornstein E, Ranstam J, Rosén I. Prevalence of Carpal Tunnel Syndrome in a General Population. JAMA. 1999;282:153. [PubMed] [Google Scholar]
Bland JDP. Treatment of carpal tunnel syndrome. Muscle Nerve. 2007;36:167–171. [PubMed] [Google Scholar]
Chikenji T, Gingery A, Zhao C, Passe SM, Ozasa Y, Larson D, An K-N, Amadio PC. Transforming growth factor-β (TGF-β) expression is increased in the subsynovial connective tissues of patients with idiopathic carpal tunnel syndrome. J. Orthop. Res. 2014a;32:116–122. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Chikenji T, Gingery A, Zhao C, Vanhees M, Moriya T, Reisdorf R, An K-N, Amadio PC. Transforming Growth Factor-β (TGF-β) Expression Is Increased in the Subsynovial Connective Tissue in a Rabbit Model of Carpal Tunnel Syndrome. PLoS One. 2014b;9:e108312. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Clark BD, Al-Shatti TA, Barr AE, Amin M, Barbe MF. Performance of a high-repetition, high-force task induces carpal tunnel syndrome in rats. J. Orthop. Sports Phys. Ther. 2004;34:244–53. [PubMed] [Google Scholar]
Diao E, Shao F, Liebenberg E, Rempel D, Lotz JC. Carpal tunnel pressure alters median nerve function in a dose-dependent manner: A rabbit model for carpal tunnel syndrome. J. Orthop. Res. 2005;23:218–223. [PubMed] [Google Scholar]
Ettema AM, Amadio PC, Zhao C, Wold LE, An K-N. A histological and immunohistochemical study of the subsynovial connective tissue in idiopathic carpal tunnel syndrome. J. Bone Joint Surg. Am. 2004;86–A:1458–66. [PubMed] [Google Scholar]
Ettema AM, Amadio PC, Zhao C, Wold LE, O’Byrne MM, Moran SL, An K-N. Changes in the Functional Structure of the Tenosynovium in Idiopathic Carpal Tunnel Syndrome: A Scanning Electron Microscope Study. Plast. Reconstr. Surg. 2006a;118:1413–1422. [PubMed] [Google Scholar]
Ettema AM, An K-N, Zhao C, O’Byrne MM, Amadio PC. Flexor tendon and synovial gliding during simultaneous and single digit flexion in idiopathic carpal tunnel syndrome. J. Biomech. 2008;41:292–8. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Ettema AM, Belohlavek M, Zhao C, Oh SH, Amadio PC, An K-N. High-resolution ultrasound analysis of subsynovial connective tissue in human cadaver carpal tunnel. J. Orthop. Res. 2006b;24:2011–2020. [PubMed] [Google Scholar]
Ettema AM, Zhao C, An K-N, Amadio PC. Comparative Anatomy of the Subsynovial Connective Tissue in the Carpal Tunnel of the Rat, Rabbit, Dog, Baboon, and Human. HAND. 2006c;1:78–84. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Fan ZJ, Harris-Adamson C, Gerr F, Eisen EA, Hegmann KT, Bao S, Silverstein B, Evanoff B, Dale AM, Thiese MS, Garg A, Kapellusch J, Burt S, Merlino L, Rempel D. Associations between workplace factors and carpal tunnel syndrome: A multi-site cross sectional study. Am. J. Ind. Med. 2015;58:509–518. [PubMed] [Google Scholar]
Filius A, Scheltens M, Bosch HG, van Doorn PA, Stam HJ, Hovius SER, Amadio PC, Selles RW. Multidimensional ultrasound imaging of the wrist: Changes of shape and displacement of the median nerve and tendons in carpal tunnel syndrome. J. Orthop. Res. 2015;33:1332–40. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Filius A, Thoreson AR, Ozasa Y, An K-N, Zhao C, Amadio PC. Delineation of the mechanisms of tendon gliding resistance within the carpal tunnel. Clin. Biomech. 2017;41:48–53. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Filius A, Thoreson AR, Yang T-H, Vanhees M, An K-N, Zhao C, Amadio PC. The effect of low- and high-velocity tendon excursion on the mechanical properties of human cadaver subsynovial connective tissue. J. Orthop. Res. 2014;32:123–128. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Gelberman RH, Hergenroeder PT, Hargens AR, Lundborg GN, Akeson WH. The carpal tunnel syndrome. A study of carpal canal pressures. J. Bone Joint Surg. Am. 1981;63:380–3. [PubMed] [Google Scholar]
Gelberman RH, Seiler JG, Rosenberg AE, Heyman P, Amiel D. Intercalary flexor tendon grafts. A morphological study of intrasynovial and extrasynovial donor tendons. Scand. J. Plast. Reconstr. Surg. hand Surg. 1992;26:257–64. [PubMed] [Google Scholar]
Guimberteau JC, Delage JP, McGrouther DA, Wong JKF. The microvacuolar system: how connective tissue sliding works. J. Hand Surg. 2010a:614–622. European Vol 35. [PubMed] [Google Scholar]
Guimberteau JC, Delage JP, Wong J. The role and mechanical behavior of the connective tissue in tendon sliding. Chir. Main. 2010b;29:155–166. [PubMed] [Google Scholar]
Jinrok O, Zhao C, Amadio PC, An K-N, Zobitz ME, Wold LE. Vascular pathologic changes in the flexor tenosynovium (subsynovial connective tissue) in idiopathic carpal tunnel syndrome. J. Orthop. Res. 2004;22:1310–5. [PubMed] [Google Scholar]
Katz JN, Stirrat CR, Larson MG, Fossel AH, Eaton HM, Liang MH. A self-administered hand symptom diagram for the diagnosis and epidemiologic study of carpal tunnel syndrome. J. Rheumatol. 1990;17:1495–8. [PubMed] [Google Scholar]
Kerr CD, Sybert DR, Albarracin NS. An analysis of the flexor synovium in idiopathic carpal tunnel syndrome: report of 625 cases. J. Hand Surg. Am. 1992;17:1028–30. [PubMed] [Google Scholar]
Kociolek AM, Tat J, Keir PJ. Biomechanical risk factors and flexor tendon frictional work in the cadaveric carpal tunnel. J. Biomech. 2015;48:449–455. [PubMed] [Google Scholar]
Kozak A, Schedlbauer G, Wirth T, Euler U, Westermann C, Nienhaus A. Association between work-related biomechanical risk factors and the occurrence of carpal tunnel syndrome: an overview of systematic reviews and a meta-analysis of current research. BMC Musculoskelet. Disord. 2015;16:231. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Lee HJ, Kim IS, Sung JH, Lee SW, Hong JT. Intraoperative dynamic pressure measurements in carpal tunnel syndrome: Correlations with clinical signs. Clin. Neurol. Neurosurg. 2016;140:33–37. [PubMed] [Google Scholar]
Lim J-Y, Cho S-H, Han TR, Paik N-J. Dose-responsiveness of electrophysiologic change in a new model of acute carpal tunnel syndrome. Clin. Orthop. Relat. Res. 2004:120–6. [PubMed] [Google Scholar]
Lluch AL. Thickening of the synovium of the digital flexor tendons: cause or consequence of the carpal tunnel syndrome? J. Hand Surg. Br. 1992;17:209–12. [PubMed] [Google Scholar]
Luchetti R, Schoenhuber R, De Cicco G, Alfarano M, Deluca S, Landai A. Carpal-tunnel pressure. Acta Orthop. Scand. 1989;60:397–399. [PubMed] [Google Scholar]
Lundborg G, Gelberman RH, Minteer-Convery M, Lee YF, Hargens AR. Median nerve compression in the carpal tunnel--functional response to experimentally induced controlled pressure. J. Hand Surg. Am. 1982;7:252–9. [PubMed] [Google Scholar]
Matsuura Y, Thoreson AR, Zhao C, Amadio PC, An K-N. Development of a hyperelastic material model of subsynovial connective tissue using finite element modeling. J. Biomech. 2016;49:119–22. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Moriya T, Zhao C, Cha SS, Schmelzer JD, Low PA, An K-N, Amadio PC. Tendon Injury Produces Changes in SSCT and Nerve Physiology Similar to Carpal Tunnel Syndrome in an in Vivo Rabbit Model. HAND. 2011;6:399–407. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Morizaki Y, Vanhees M, Thoreson AR, Larson D, Zhao C, An K-N, Amadio PC. The response of the rabbit subsynovial connective tissue to a stress-relaxation test. J. Orthop. Res. 2012;30:443–447. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Nakamichi K, Tachibana S. Histology of the transverse carpal ligament and flexor tenosynovium in idiopathic carpal tunnel syndrome. J. Hand Surg. Am. 1998;23:1015–24. [PubMed] [Google Scholar]
Nanno M, Sawaizumi T, Kodera N, Tomori Y, Takai S. Transverse Movement of the Median Nerve in the Carpal Tunnel during Wrist and Finger Motion in Patients with Carpal Tunnel Syndrome. Tohoku J. Exp. Med. 2015;236:233–240. [PubMed] [Google Scholar]
Noailly J, Van Oosterwyck H, Wilson W, Quinn TM, Ito K. A poroviscoelastic description of fibrin gels. Journal of Biomechanics 2008 [PubMed] [Google Scholar]
Oh J, Zhao C, Amadio PC, An K-N, Zobitz ME, Wold LE. Immunolocalization of collagen types in the subsynovial connective tissue within the carpal tunnel in humans. J. Orthop. Res. 2005;23:1226–1231. [PubMed] [Google Scholar]
Oh J, Zhao C, Zobitz ME, Wold LE, An K-N, Amadio PC. Morphological Changes of Collagen Fibrils in the Subsynovial Connective Tissue in Carpal Tunnel Syndrome. J. Bone Jt. Surg. 2006;88:824–831. [PubMed] [Google Scholar]
Oh S, Belohlavek M, Zhao C, Osamura N, Zobitz ME, An K-N, Amadio PC. Detection of differential gliding characteristics of the flexor digitorum superficialis tendon and subsynovial connective tissue using color Doppler sonographic imaging. J. Ultrasound Med. 2007;26:149–55. [PubMed] [Google Scholar]
Oh S, Ettema AM, Zhao C, Zobitz ME, Wold LE, An K-N, Amadio PC. Dextrose-Induced Subsynovial Connective Tissue Fibrosis in the Rabbit Carpal Tunnel: A Potential Model to Study Carpal Tunnel Syndrome? HAND. 2008;3:34–40. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Okutsu I, Ninomiya S, Hamanaka I, Kuroshima N, Inanami H. Measurement of pressure in the carpal canal before and after endoscopic management of carpal tunnel syndrome. J. Bone Jt. Surg. 1989;71:679–683. [PubMed] [Google Scholar]
Osamura N, Zhao C, Zobitz ME, An K-N, Amadio PC. Evaluation of the material properties of the subsynovial connective tissue in carpal tunnel syndrome. Clin. Biomech. (Bristol, Avon) 2007a;22:999–1003. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Osamura N, Zhao C, Zobitz ME, An K-N, Amadio PC. Permeability of the subsynovial connective tissue in the human carpal tunnel: A cadaver study. Clin. Biomech. 2007b;22:524–528. [PubMed] [Google Scholar]
Phalen GS. The carpal-tunnel syndrome. Seventeen years’ experience in diagnosis and treatment of six hundred fifty-four hands. J. Bone Joint Surg. Am. 1966;48:211–28. [PubMed] [Google Scholar]
Rath T, Millesi H. The gliding tissue of the median nerve in the carpal tunnel. Handchir. Mikrochir. Plast. Chir. 1990;22:203–5. [PubMed] [Google Scholar]
Seradge H, Jia YC, Owens W. In vivo measurement of carpal tunnel pressure in the functioning hand. J. Hand Surg. Am. 1995;20:855–9. [PubMed] [Google Scholar]
Simon BR. Multiphase Poroelastic Finite Element Models for Soft Tissue Structures. Appl. Mech. Rev. 1992;45:191. [Google Scholar]
Sud V, Tucci M, Freeland A, Smith W, Grinspun K. Absorptive properties of synovium harvested from the carpal tunnel. Microsurgery. 2002;22:316–319. [PubMed] [Google Scholar]
Sun Y-L, Moriya T, Zhao C, Kirk RL, Chikenji T, Passe SM, An K-N, Amadio PC. Subsynovial connective tissue is sensitive to surgical interventions in a rabbit model of carpal tunnel syndrome. J. Orthop. Res. 2012;30:649–54. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Tat J, Kociolek AM, Keir PJ. Repetitive differential finger motion increases shear strain between the flexor tendon and subsynovial connective tissue. J. Orthop. Res. 2013;31:1533–1539. [PubMed] [Google Scholar]
Tat J, Wilson KE, Keir PJ. Pathological changes in the subsynovial connective tissue increase with self-reported carpal tunnel syndrome symptoms. Clin. Biomech. 2015;30:360–365. [PubMed] [Google Scholar]
van Doesburg MHM, Henderson J, Mink van der Molen AB, An K-N, Amadio PC. Transverse Plane Tendon and Median Nerve Motion in the Carpal Tunnel: Ultrasound Comparison of Carpal Tunnel Syndrome Patients and Healthy Volunteers. PLoS One. 2012;7:e37081. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Vanhees M, Morizaki Y, Thoreson AR, Larson D, Zhao C, An K-N, Amadio PC. The effect of displacement on the mechanical properties of human cadaver subsynovial connective tissue. J. Orthop. Res. 2012;30:1732–1737. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Wang Y, Filius A, Zhao C, Passe SM, Thoreson AR, An K-N, Amadio PC. Altered Median Nerve Deformation and Transverse Displacement during Wrist Movement in Patients with Carpal Tunnel Syndrome. Acad. Radiol. 2014;21:472–480. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Weiss ND, Gordon L, Bloom T, So Y, Rempel DM. Position of the wrist associated with the lowest carpal-tunnel pressure: implications for splint design. J. Bone Joint Surg. Am. 1995;77:1695–9. [PubMed] [Google Scholar]
Yamaguchi T, Osamura N, Zhao C, Zobitz ME, An K-N, Amadio PC. The mechanical properties of the rabbit carpal tunnel subsynovial connective tissue. J. Biomech. 2008;41:3519–22. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Yoshii Y, Zhao C, Henderson J, Zhao KD, An K-N, Amadio PC. Velocity-dependent changes in the relative motion of the subsynovial connective tissue in the human carpal tunnel. J. Orthop. Res. 2011a;29:62–6. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Yoshii Y, Zhao C, Henderson J, Zhao KD, Zobitz ME, An K-N, Amadio PC. Effects of carpal tunnel release on the relative motion of tendon, nerve, and subsynovial connective tissue in a human cadaver model. Clin. Biomech. 2008;23:1121–1127. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Yoshii Y, Zhao C, Schmelzer JD, Low PA, An K-N, Amadio PC. The Effects of Hypertonic Dextrose Injection on Connective Tissue and Nerve Conduction Through the Rabbit Carpal Tunnel. Arch. Phys. Med. Rehabil. 2009;90:333–339. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Yoshii Y, Zhao C, Schmelzer JD, Low PA, An K-N, Amadio PC. Effects of hypertonic dextrose injections in the rabbit carpal tunnel. J. Orthop. Res. 2011b;29:1022–1027. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Yoshii Y, Zhao C, Schmelzer JD, Low PA, An K-N, Amadio PC. Effects of Multiple Injections of Hypertonic Dextrose in the Rabbit Carpal Tunnel: A Potential Model of Carpal Tunnel Syndrome Development. HAND. 2014;9:52–57. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Zhao C, Ettema AM, Osamura N, Berglund LJ, An K-N, Amadio PC. Gliding characteristics between flexor tendons and surrounding tissues in the carpal tunnel: a biomechanical cadaver study. J. Orthop. Res. 2007;25:185–90. [PubMed] [Google Scholar]